UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO CARLOS CENTRO DE CIÊNCIAS EXATAS E DE TECNOLOGIA DEPARTAMENTO DE QUÍMICA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO “ESTUDO FITOQUÍMICO E AVALIAÇÃO DO POTENCIAL ANTIMICROBIANO DE ESPÉCIES DE HORTIA (RUTACEAE): H. OREADICA, H. BRASILIANA E H. SUPERBA” VANESSA GISELE PASQUALOTTO SEVERINO * Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Química como parte dos requisitos para obtenção do título de MESTRE EM QUÍMICA, na área de concentração QUÍMICA ORGÂNICA. Orientadora: Profa. Dra. Maria Fátima das Graças Fernandes da Silva *Bolsista: FAPESP São Carlos-SP 2008 Ficha catalográfica elaborada pelo DePT da Biblioteca Comunitária da UFSCar S498ef Severino, Vanessa Gisele Pasqualotto. Estudo fitoquímico e avaliação do potencial antimicrobiano de espécies de Hortia (Rutaceae) : H. oreadica, H. brasiliana e H. superba / Vanessa Gisele Pasqualotto Severino. -- São Carlos : UFSCar, 2008. 191 f. Dissertação (Mestrado) -- Universidade Federal de São Carlos, 2008. 1. Produtos naturais. 2. Fitoquímica. 3. Atividade biológica. 4. Substâncias químicas. I. Título. CDD: 547.3 (20a) vii ABREVIATURAS E SÍMBOLOS ACN acetonitrila AcOEt acetato de etila BOD biological oxigen demand CC cromatografia em coluna CCDA cromatografia em camada delgada analítica CCDP cromatografia em camada delgada preparativa CDCl3 clorofórmio deuterado CG-EM cromatografia gasosa acoplada a espectrometria de massas APCI atmosferic pressure chemical ionization CIM concentração inibitória mínima CLAE cromatografia líquida de alta eficiência COSY correlation spectroscopy CVC clorose variegada dos citros dd duplo dubleto ddd duplo duplo dubleto DEPT distortionless enhancement by polarization transfer Dicl. diclorometano DMSO dimetilsulfóxido ED extrato diclorometano EH extrato hexânico EM extrato metanólico EMA extrato hidrometanólico EtOH etanol Fundecitrus fundo de defesa da citricultura h altura da sílica na coluna Hex. hexano HMBC heteronuclear multiple bond correlation HSCCC high speed countercurrent chromatography HSQC heteronuclear single quantum coherence Hz hertz IAC instituto agronômico de Campinas J constante de acoplamento m multipleto m/z relação massa/carga MeOH metanol MHz mega-hertz NOE nuclear Overhouser effect OD optics density RMN 13C ressonância magnética nuclear de carbono -13 RMN 1H ressonância magnética nuclear de hidrogênio rpm rotações por minuto s singleto SAM adenosil metionina sl singleto largo t tripleto δ deslocamento químico UV ultravioleta Φ diâmetro viii LISTA DE TABELAS TABELA 1.1. Bactérias predominantes na placa bacteriana........................... 12 TABELA 3.1. Massas obtidas de material vegetal e extratos.......................... 25 TABELA 3.2. Dados de RMN de 1H e de 13C de 01 e comparação com a literatura .......................................................................................................... 40 TABELA 3.3. Dados de RMN de 1H e de 13C de 02 e comparação com a literatura .......................................................................................................... 46 TABELA 3.4. Dados de RMN de 1H e de 13C de 03 e comparação com a literatura .......................................................................................................... 51 TABELA 3.5. Dados de RMN de 1H de 04 e comparação com a literatura...... 56 TABELA 3.6. Dados de RMN de 1H e de 13C de 05 e comparação com a literatura ........................................................................................................... 61 TABELA 3.7. Dados de RMN de 1H e de 13C de 06 e comparação com a literatura .......................................................................................................... 67 TABELA 3.8. Dados de RMN de 1H e de 13C de 07 e comparação com a literatura ........................................................................................................... 72 TABELA 3.9. Dados de RMN de 1H, 13C e de HMBC de 08............................ 79 TABELA 3.10. Dados de RMN de 1H de 09 e comparação com a literatura.... 87 TABELA 3.11. Dados de RMN de 13C de 09 e comparação com a literatura.. 88 TABELA 3.12. Dados de RMN de 1H e de 13C de 10 e comparação com a literatura............................................................................................................ 95 TABELA 3.13. Dados de RMN de 1H e de 13C de 11 e comparação com a literatura............................................................................................................ 102 TABELA 3.14. Dados de RMN de 1H e de 13C de 12 e comparação com a literatura............................................................................................................ 106 TABELA 3.15. Dados de RMN de 1H de 13 e comparação com a literatura.... 115 TABELA 3.16. Dados de RMN de 13C de 13 e comparação com a literatura.. 116 TABELA 3.17. Dados de RMN de 1H e de 13C de 14 e comparação com a literatura............................................................................................................ 126 TABELA 3.18. Dados de RMN de 1H, 13C e de HMBC de 15.......................... 135 TABELA 4.1. Reagentes e quantidades necessárias para preparar o meio PW.................................................................................................................... 146 TABELA 4.2. Concentração ensaiada e volume retirado da solução estoque 152 TABELA 4.3. Proporções de DMSO:H2O......................................................... 153 TABELA 4.4. Colônias observadas nos controles negativos para as diferentes concentrações de substâncias ensaiadas....................................... 154 TABELA 4.5. Colônias observadas nas diferentes concentrações de substâncias ensaiadas frente X. fastidiosa...................................................... 156 TABELA 4.6. CIM dos extratos ensaiados (µg/mL).......................................... 165 TABELA 4.7. CIM dos derivados do ácido diidrocinâmico (µg/mL).................. 166 TABELA 4.8. CIM dos limonóides (µg/mL)....................................................... 167 TABELA 4.9. CIM dos alcalóides (µg/mL)........................................................ 167 TABELA 4.10. CIM das substâncias quinolinônicas sintéticas (µg/mL)........... 168 TABELA 4.11. CIM das substâncias ensaiadas frente à V. cholerae (µg/mL) 175 TABELA 4.12. CIM das substâncias ensaiadas frente à S.choleraesuis (µg/mL)............................................................................................................. 175 TABELA 4.13. CIM das substâncias ensaiadas frente à B.cereus (µg/mL)..... 175 ix LISTA DE FIGURAS FIGURA 1.1. Sintomas típicos de CVC em folhas de laranja doce................... 06 FIGURA 1.2. Plantas com sintomas de CVC ................................................... 07 FIGURA 1.3. Vasos do xilema obstruídos por células e células de X. fastidiosa .......................................................................................................... 08 FIGURA 1.4. Zoneamento citrícola considerado no levantamento de CVC em 2005 no estado de São Paulo e parte do triângulo mineiro ....................... 09 FIGURA 1.5. Micrografia eletrônica de varredura de microrganismos compondo uma placa dental ............................................................................ 12 FIGURA 1.6. Micrografia eletrônica de transmissão de S. sobrinus sobre a superfície dental ............................................................................................... 13 FIGURA 1.7. Fases de formação da placa ...................................................... 14 FIGURA 1.8. Colônias de Salmonella............................................................... 17 FIGURA 1.9. Colônias de Bacillus cereus ........................................................ 17 FIGURA 3.1. Espécies de Hortia (H. brasiliana, H. oreadica e H. superba)..... 24 FIGURA 3.2. Espectro de RMN de 1H de 01 (CDCl3, 400 MHz) ...................... 41 FIGURA 3.3. Espectro de RMN de 13C de 01 (CDCl3, 100 MHz) .................... 41 FIGURA 3.4. Mapa de contorno de g-HSQC de 01 (CDCl3, 400 MHz) ............ 42 FIGURA 3.5. Mapa de contorno de g-HMBC de 01 (CDCl3, 400 MHz) ........... 42 FIGURA 3.6. Espectro de massas de 01 (IE-70 eV) ........................................ 43 FIGURA 3.7. Espectro de RMN de 1H de 02 (CDCl3, 400 MHz) ...................... 47 FIGURA 3.8. Espectro de RMN de 13C de 02 (CDCl3, 100 MHz) .................... 47 FIGURA 3.9. Mapa de contorno de g-HSQC de 02 (CDCl3, 400 MHz) ............ 48 FIGURA 3.10. Mapa de contorno de g-HMBC de 02 (CDCl3, 400 MHz).......... 48 FIGURA 3.11. Espectro de RMN de 1H de 03 (CDCl3, 400 MHz) .................... 52 FIGURA 3.12. Espectro de RMN de 13C de 03 (CDCl3, 100 MHz) .................. 52 FIGURA 3.13. Mapa de contorno de g-HMBC de 03 (CDCl3, 400 MHz) ......... 53 FIGURA 3.14. Mapa de contorno de g-HSQC de 03 (CDCl3, 400 MHz) .......... 53 FIGURA 3.15. Espectro de RMN de 1H de 04 (CDCl3, 400 MHz) .................... 57 FIGURA 3.16. Mapa de contorno de g-HMBC de 04 (CDCl3, 400 MHz) ......... 57 FIGURA 3.17. Espectro de RMN de 1H da mistura de 01 e 05 (CDCl3, 400 MHz) ................................................................................................................. 62 FIGURA 3.18. Espectro de RMN de 13C da mistura de 01 e 05 (CDCl3, 100 MHz) ................................................................................................................. 62 FIGURA 3.19. Mapa de contorno de g-HSQC da mistura de 01 e 05 (CDCl3, 400 MHz) .......................................................................................................... 63 FIGURA 3.20. Mapa de contorno de g-HMBC da mistura de 01 e 05 (CDCl3, 400 MHz) .......................................................................................................... 64 FIGURA 3.21. Espectro de RMN de 1H de 06 (CDCl3, 400 MHz) .................... 68 FIGURA 3.22. Espectro de RMN de 13C de 06 (CDCl3, 100 MHz) .................. 68 FIGURA 3.23. Mapa de contorno de g-HSQC de 06 (CDCl3, 400 MHz) ......... 69 FIGURA 3.24. Mapa de contorno de g-COSY de 06 (CDCl3, 400 MHz) .......... 69 FIGURA 3.25. Mapa de contorno de g-HMBC de 06 (CDCl3, 400 MHz) ......... 70 FIGURA 3.26. Espectro de RMN de 1H da mistura 03 e 07 (CDCl3, 400 MHz) 73 FIGURA 3.27. Espectro de RMN de 13C da mistura 03 e 07(CDCl3,100 MHz) 73 FIGURA 3.28. Correlações observadas no HMBC para 08 ............................. 76 x FIGURA 3.29. Espectro de RMN de 1H de 08 (CDCl3, 400 MHz) .................... 80 FIGURA 3.30. Espectro de RMN de 13C de 08 (CDCl3, 100 MHz) .................. 80 FIGURA 3.31. Mapa de contorno de g-HSQC de 08 (CDCl3, 400 MHz) .......... 81 FIGURA 3.32. Mapa de contorno de g-COSY de 08 (CDCl3, 400 MHz) .......... 81 FIGURA 3.33. Mapa de contorno de g-HMBC de 08 (CDCl3, 400 MHz) ......... 82 FIGURA 3.34. Espectro de massas de 08 (IE-70 eV) ...................................... 82 FIGURA 3.35. Correlações observadas no HMBC para 09 ............................. 86 FIGURA 3.36. Espectro de RMN de 1H de 09 (CDCl3, 400 MHz) .................... 89 FIGURA 3.37. Espectro de RMN de 13C de 09 (CDCl3, 100 MHz) .................. 89 FIGURA 3.38. Mapa de contorno de g-COSY (e ampliação) de 09 (CDCl3, 400 MHz) .......................................................................................................... 90 FIGURA 3.39. Mapa de contorno de g-HSQC de 09 (CDCl3, 400 MHz) .......... 91 FIGURA 3.40. Mapa de contorno de g-HMBC de 09 (CDCl3, 400 MHz) ......... 91 FIGURA 3.41. Correlações observadas no HMBC para 10 ............................. 93 FIGURA 3.42. Espectro de RMN de 1H de 10 (CDCl3, 400 MHz) .................... 96 FIGURA 3.43. Espectro de RMN de 13C de 10 (CDCl3, 100 MHz) .................. 96 FIGURA 3.44. Mapa de contorno de g-COSY de 10 (CDCl3, 400 MHz) .......... 97 FIGURA 3.45. Mapa de contorno de g-HSQC de 10 (CDCl3, 400 MHz) .......... 98 FIGURA 3.46. Mapa de contorno de g-HMBC de 10 (CDCl3, 400 MHz) ......... 99 FIGURA 3.47. Espectro de massas de 10 ....................................................... 100 FIGURA 3.48. Espectro de RMN de 1H de 11 (CDCl3, 400 MHz) .................... 103 FIGURA 3.49. Espectro de RMN de 13C de 11 (CDCl3, 100 MHz) ................. 103 FIGURA 3.50. Mapa de contorno de g-HSQC de 11 (CDCl3, 400 MHz) .......... 104 FIGURA 3.51. Mapa de contorno de g-HMBC de 11 (CDCl3, 400 MHz) ......... 104 FIGURA 3.52. Espectro de RMN de 1H de 12 (CDCl3, 400 MHz) .................... 107 FIGURA 3.53. Espectro de RMN de 13C de 12 (CDCl3, 100 MHz) .................. 107 FIGURA 3.54. Correlações observadas no HMBC para 13 ............................. 113 FIGURA 3.55. Espectro de RMN de 1H de 13 (CDCl3, 400 MHz) .................... 117 FIGURA 3.56. Espectro de RMN de 13C de 13 (CDCl3, 100 MHz) .................. 117 FIGURA 3.57. Mapa de contorno de g-HSQC de 13 (CDCl3, 400 MHz) ........ 118 FIGURA 3.58. Mapa de contorno de g-HMBC de 13 (CDCl3, 400 MHz) ......... 119 FIGURA 3.59. Espectro de g-COSY de 13 (CDCl3, 400 MHz) ......................... 120 FIGURA 3.60. Correlações observadas no HMBC para 14 ............................. 122 FIGURA 3.61. Espectro de RMN de 1H de 14 (CDCl3, 400 MHz) .................... 127 FIGURA 3.62. Espectro de RMN de 13C de 14 (CDCl3, 100 MHz) .................. 127 FIGURA 3.63. Espectro de RMN de DEPT 135º de 14 (CDCl3, 400 MHz) ...... 128 FIGURA 3.64. Mapa de contorno de g-HSQC de 14 (CDCl3, 400 MHz) .......... 128 FIGURA 3.65. Mapa de contorno de g-HMBC de 14 (CDCl3, 400 MHz) ......... 129 FIGURA 3.66. Mapa de contorno g-COSY de 14 (CDCl3, 400 MHz)................ 129 FIGURA 3.67. Correlações observadas no HMBC para 15 ............................. 133 FIGURA 3.68. Espectro de RMN de 1H de 15 (CDCl3, 400 MHz) .................... 136 FIGURA 3.69. Espectro de RMN de 13C de 15 (CDCl3, 100 MHz) .................. 136 FIGURA 3.70. Espectro de RMN de DEPT 135º de 15 (CDCl3, 400 MHz).. .... 137 FIGURA 3.71. Mapa de contorno de g-HSQC de 15 (CDCl3, 400 MHz).. ........ 137 FIGURA 3.72. Mapa de contorno de g-HMBC de 15 (CDCl3, 400 MHz) ........ 138 FIGURA 3.73. Espectro de g-COSY de 15 (CDCl3, 400 MHz) ......................... 138 FIGURA 4.1. Estruturas das substâncias ensaiadas ....................................... 150 xi FIGURA 4.2. Eppendorfs com a solução de X. fastidiosa e as substâncias ensaiadas nas diferentes concentrações ......................................................... 153 FIGURA 4.3. Placas de Petri com substâncias ensaiadas .............................. 155 FIGURA 4.4. CIM das substâncias ensaiadas frente à X. fastidiosa ............... 157 FIGURA 4.5. Estruturas das substâncias naturais ensaiadas ......................... 161 FIGURA 4.6. Estruturas das substâncias sintéticas ensaiadas ....................... 162 FIGURA 4.7. Metodologia do ensaio biológico ................................................ 164 FIGURA 4.8. CIM das substâncias ensaiadas frente à patógenos bucais ....... 169 FIGURA 4.9. Estruturas das substâncias ensaiadas frente à patógenos de origem alimentar ............................................................................................... 172 FIGURA 4.10. Microplaca após revelação com resazurina ............................. 174 FIGURA 4.11. CIM da lasiodiplodina, 2-metil-6-fluor-4-quinolona (S2), 2- metil-5,7-dimetoxi-4-quinolona (S4), 2-metil-7-hidroxi-4-quinolona (S6) frente à patógenos de origem alimentar ..................................................................... 176 xii LISTA DE FLUXOGRAMA FLUXOGRAMA 3.1. Preparação dos extratos das espécies de Hortia .......... 25 FLUXOGRAMA 3.2. Fracionamento do extrato EHTSHB .............................. 26 FLUXOGRAMA 3.3. Resumo do fracionamento do subextrato EHTSHB(D).. 27 FLUXOGRAMA 3.4. Fracionamento do extrato EDTSHB .............................. 28 FLUXOGRAMA 3.5. Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de sua fração 15-17 ..................................................................................... 29 FLUXOGRAMA 3.6. Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de suas frações 18-19 e 20 ......................................................................... 30 FLUXOGRAMA 3.7. Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de suas frações 23 e 25-26 ......................................................................... 30 FLUXOGRAMA 3.8. Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de sua fração 28-30 ..................................................................................... 31 FLUXOGRAMA 3.9. Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de sua fração 32-34 ..................................................................................... 31 FLUXOGRAMA 3.10. Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de sua fração 35-37 ..................................................................................... 32 FLUXOGRAMA 3.11. Resumo do fracionamento do subextrato EDFHB e de suas frações 15-19, 23-26 e 31-34 ............................................................ 33 FLUXOGRAMA 3.12. Resumo do fracionamento do subextrato EDFHA e de suas frações 10-14 e 24-26 ....................................................................... 34 FLUXOGRAMA 3.13. Particionamento do extrato EMTHS ............................ 35 FLUXOGRAMA 3.14. Resumo do fracionamento do extrato EMTHS-D e de suas frações 3-5, 6-7 e 11-14 ......................................................................... 36 xiii LISTA DE ESQUEMAS ESQUEMA 3.1. Proposta de fragmentação para 01....................................... 43 ESQUEMA 3.2. Proposta biogenética para os derivados do ácido diidrocinâmico ................................................................................................. 74 ESQUEMA 3.3. Proposta de fragmentação para 08 ...................................... 83 ESQUEMA 3.4. Proposta biogenética para 08............................................... 83 ESQUEMA 3.5. Proposta de fragmentação para 10 ...................................... 100 ESQUEMA 3.6. Proposta de fragmentação para os alcalóides indolopiridoquinazolínicos ............................................................................... 108 ESQUEMA 3.7. Proposta biogenética para os alcalóides furoquinolínicos .... 109 ESQUEMA 3.8. Proposta biogenética para os alcalóides 2-quinolona .......... 110 ESQUEMA 3.9. Biogênese dos limonóides.................................................... 139 ESQUEMA 3.10. Proposta biogenética para 10............................................. 140 ESQUEMA 3.11. Proposta biogenética para 14............................................. 141 ESQUEMA 3.12. Proposta biogenética para 15............................................. 142 xiv LISTA DE GRÁFICOS GRÁFICO 1.1. Comparação da incidência de CVC no período de 1996 a 2005 no estado de São Paulo e parte do triângulo mineiro ............................ 10 xv SUBSTÂNCIAS ISOLADAS Derivados do Ácido Diidrocinâmico: O OOCH3 OCH3 OH 01 1 2 3 1' 2' 3' 4' 5' 6' 2'' 3'' 4'' 1 2 3 1' 2' 3' 4' 5' 6' 2'' 3'' 4'' 02 O O OCH3 OCH3 03 OCH3 1 2 3 1' 2' 3' 4' 5' 6' 2'' 3'' 4'' O O OCH3 OCH3 04 O O OCH3 OCH3 H3CO 1 2 3 1' 2' 3' 4' 5' 6' 2'' 3'' 4'' Procedência: H. oreadica (T. Subterrâneo) H. brasiliana (Folhas) Isolamento: pgs 26, 29 e 34 Identificação: pgs 37 e 58 Procedência: H. oreadica (T. Subterrâneo e Folhas) Isolamento: pgs 26, 28, 29 e 33 Identificação: pgs 49 e 72 Procedência: H. oreadica ( T. Subterrâneo) H. brasiliana (Folhas) Isolamento: pgs 26, 28 e 34 Identificação: pg 54 Procedência: H. oreadica ( T. Subterrâneo) Isolamento: pg 29 ( em mistura com 01) Identificação: pg 58 Procedência: H. oreadica (T. Subterrâneo) H. brasiliana (Folhas) Isolamento: pgs 26 e 34 Identificação: pgs 44 Procedência: H. oreadica (T. Subterrâneo) Isolamento: pg 30 Identificação: pg 66 1 2 3 1' 2' 3' 4' 5' 6' 2'' 3'' 4'' O O OH OCH3 05 06 O OH OCH3 H3CO O 1 2 3 4' 5' 1' 2' 3' 6' 2'' 3'' 4'' xvi Cumarina: Derivado do Ácido Cinâmico: Alcalóides: 09 14a 13a12a 12 11 10 9 9a 8a 8 7 5 4a 4 3 2 1 1a N N NH O O 10 N N NH 1a 1 2 3 4 4a 5 7 8 8a9a 9 10 11 12 12a 13a 14a Procedência: H. oreadica (T. Subterrâneo) Isolamento: pgs 26, 28 e 29 ( em mistura com 03) Identificação: pg 72 Procedência: H. oreadica(T.Sub. e Folhas) H. brasiliana (Folhas) H. superba ( Tronco) Isolamento: pgs 29, 33, 34 e 36 Identificação: pg 86 Procedência: H. oreadica (T. Subterrâneo) Isolamento: pgs 28 e 29 Identificação: pg 94 Procedência: H. oreadica (T. subterrâneo) Isolamento: pg 31 Identificação: pg 77 OO OCH3 O 1' 2' 3' 2 3 4 5a 5 6 7 8 8a 4' 5' 07 08 6' 5' 4' 3' 2' 1' 6 5 4 3 2 1 OHO OH OCH3 O CH3O CH3O H xvii N O OCH3 2 34 5a 5 6 7 8 2' 3' 8a 11 N O O CH3 12 2 3 45 5a6 7 8 8a 1' 2'3' 4' 5' Limonóides: 13 30 29 28 22 21 20 19 18 17 16 15 14 12 11 10 9 8 7 6 5 4 3 21 13 O OCH3O O CH3O O O O Procedência: H. oreadica (T.Sub. e Folhas) H. superba (Tronco) Isolamento: pgs 29, 33 e 36 Identificação: 103 Procedência: H. superba (Tronco) Isolamento: pg 36 Identificação: 107 Procedência: H. oreadica (T.Sub. e Folhas) Isolamento: pgs 30 e 33 Identificação: pg 113 xviii 30 29 28 23 22 2120 19 18 17 16 15 14 13 12 11 10 9 8 7 6 5 4 3 1 14 2 O O O CH3O OH O O O Procedência: H. oreadica (T. Subterrâneo) H. superba (Tronco) Isolamento: pgs 31 e 36 Identificação: pg 123 Procedência: H. oreadica (T. Subterrâneo) Isolamento: pg 31 Identificação: pg 132 HO CH3O O O O O O O O CH3O 2 15 1 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 28 29 30 xix RESUMO ESTUDO FITOQUÍMICO E AVALIAÇÃO DO POTENCIAL ANTIMICROBIANO DE ESPÉCIES DE HORTIA (RUTACEAE): H. OREADICA, H. BRASILIANA E H. SUPERBA – O estudo fitoquímico de Hortia descrito neste trabalho visa contribuir com a quimiossistemática da família Rutaceae e também com a melhor classificação do gênero dentro da mesma. O estudo das espécies H. oreadica, H. brasiliana e H. superba levou ao isolamento de 15 substâncias, sendo, derivados do ácido diidrocinâmico ácido 3-fenil-[2’,6’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’- dimetilpirano]propiônico (01), 3-fenil-[2’-metoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’- dimetilpirano]propionato de metila (02), 3-fenil-[2’,6’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’- dimetilpirano]propionato de metila (03), 3-fenil-[2’,5’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’- dimetilpirano]propionato de metila (04), ácido 3-fenil-[2’-metoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’’)-2’’,2’’- dimetilpirano]propiônico (05), ácido 3-fenil-[2’,5’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’- dimetilpirano]propiônico (06), sendo que a estrutura 06 parece ser nova para a espécie H. oreadica; a cumarina 5-metoxiseselina (07); o derivado do ácido cinâmico E-ácido 3,4-dimetoxi-α(3-hidroxi-4-carbometoxifenil)cinâmico (08), novo na literatura; os alcalóides rutaecarpina (09), 7,8-desidrorutaecarpina (10) inédita no gênero Hortia, dictamina (11) e N-metilflindersina (12) e os limonóides guianina (13), hortiolida E (14) e hortiolida G (15), dos quais a estrutura 14 está sendo descrita pela primeira vez na espécie H. oreadica e 15 na literatura. O estudo fitoquímico das espécies do gênero Hortia ainda não permite classificá-la corretamente dentro da família. Hortia apresenta limonóides com anéis C e D modificados, característicos de Meliaceae. No entanto a presença de metabólitos como alcalóides, cumarina, derivados do ácido diidrocinâmico e cinâmico vêm confirmar que Hortia pertence à família Rutaceae, embora não esteja claro seu exato posicionamento dentro da mesma. A presença de limonóides bastante modificados para Hortia poderia indicar que o gênero não pertença à Todallieae ou Cusparieae, podendo estar posicionado separadamente dentro da família Rutaceae. Vários ensaios biológicos foram realizados com os extratos e compostos isolados, com uma coleção de compostos sintéticos e a lasiodiplodina, composto isolado de um fungo patogênico. São relatadas as Concentrações Inibitórias Mínimas de diversas substâncias frente a bactéria causal da Clorose Variegada dos Citros, Xylella fastidiosa. As substâncias promissoras foram as xx quinolinônicas sintéticas 2-metil-6-flúor-4-quinolona (S2) e 2-metil-5-metoxi-7- hidróxi-4-quinolona (S4) e o alcalóide rutaecarpina (09), com CIM entre 0,5 e 1,0 mg/mL. Foi realizado a investigação do potencial antimicrobiano in vitro frente a alguns patógenos bucais que permitiu determinar o extrato hexânico como o mais promissor frente a todas as cepas ensaiadas e o limonóide guianina (13) e o alcalóide dictamina (11) com os melhores valores de CIM, sendo 200 e 100 µg/mL, respectivamente. Os ensaios frente à patógenos de origem alimentar revelaram que as substâncias lasiodiplodina e as sintéticas 2-metil-6-flúor-4- quinolona (S2) e 2-metil-5,7-dimetoxi-4-quinolona (S4) foram as mais eficazes dentre todas as ensaiadas. Portanto, a partir deste trabalho verificou-se que algumas substâncias com propriedades antibacterianas revelaram importantes fontes na descoberta de novos produtos com potencial antimicrobiano. xxi ABSTRACT PHYTOCHEMICAL STUDY AND EVALUATION OF THE ANTIMICROBIAL ACTIVITY OF SPECIES FROM HORTIA (RUTACEAE): H. OREADICA, H. BRASILIANA E H. SUPERBA – The phytochemical study of Hortia in this work aims to contribute with the chemosystematics of the Rutaceae and with the best classification of the genus inside the family. The study of the species H. oreadica, H. brasiliana and H. superba led us to isolate 15 compounds, such as the dihydrocinnamic acids derivatives 3-phenyl-[2’,6’-dimethoxy-(3’,4’:5’’,6’’)-2’’,2’’- dimethylpirano]propionic acid (01), methyl 3-phenyl-[2’-methoxy-(3’,4’:5’’,6’’)-2’’,2’’- dimethylpirano]propionate (02), methyl 3-phenyl-[2’,6’-dimethoxy-(3’,4’:5’’,6’’)- 2’’,2’’-dimethylpirano]propionate (03), methyl 3-phenyl-[2’,5’-dimethoxy- (3’,4’:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimethylpirano]propionate (04), 3-phenyl-[2’-methoxy- (3’,4’:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimethylpirano]propionic acid (05), 3-phenyl-[2’,5’-dimethoxy-(3’, 4’-O:5’’,6’’)–2’’,2’’-dimethylpyrano]propionic acid (06), being structure 06 new for specie H. oreadica; coumarin 5-methoxyseselin (07); cinnamic acid derivative E- 3,4-dimethoxy-α(3-hydroxy-4-carbomethoxyphenyl)cinnamic acid (08), new in literature, the alkaloids rutaecarpine (09), 7,8-dehydrorutaecarpine (10) new in the genus Hortia, dictamine (11), N-methylflindersine (12) and the limonoids guyanin (13), hortiolide E (14) and hortiolide G (15), being structure 14 described for the first time in the specie H. oreadica and 15 in literature. The phytochemical study of the species from Hortia genus still not allow classify correctly it inside the family. Hortia presents limonoids with C and D rings modified, characteristic of Meliaceae. However the presence of metabolites such as alkaloids, coumarins, dihydrocinnamic and cinnamic acids derivatives confirm that Hortia belongs the Rutaceae family, even so are not clear its accurate positioning. The presence of limonoids highly modified could indicated that genus can not belong nor to the Todallieae and nor the Cusparieae, being located separately inside of the Rutaceae family. Several biological assays had been performed with crude extracts and compounds isolated from Hortia, with a collection of the synthetic compounds and the lasiodiplodin, compound isolated from the pathogenic fungus. The Minimum Inhibitory Concentration of many substances was related against the bacteria Xylella fastidiosa that causes Citrus Variegated Chlorosis. The promising substances were synthetic quinolinones 2-methyl-6-fluor-4-quinolone xxii (S2) and 2-methyl-5-methoxy-7-hydroxy-4-quinolone (S4) and the alkaloid rutaecarpine (09) with MIC from 0.5 to 1.0 mg/mL. We have studied the in vitro antimicrobial activity against oral pathogens that permitted to determine hexane extract such as successful against all microorganisms assayed and limonoid guyanin (13) and alkaloid dictamine (11) with the best MIC, being 200 and 100 µg/mL, respectively. The assays against alimentary pathogens revealed that lasiodiplodin, 2-methyl-6-fluor-4-quinolone (S2) and 2-methyl-5,7-dimethoxy-4- quinolone (S4) synthetics as the more effective among all substances. Therefore, this work showed that several substances with properties antibacterial constitute an important source for the discovery of new antimicrobial products. xxiii SUMÁRIO 1. Introdução................................................................................................. 01 1.1. Família Rutaceae..................................................................................... 02 1.2. Produtos Naturais com Potencial Antimicrobiano .................................... 03 1.3. Doenças Citrícolas................................................................................... 04 1.3.1. Clorose Variegada dos Citros (CVC) .................................................... 05 1.3.1.1 Xylella fastidiosa................................................................................. 07 1.3.2. Incidência da CVC................................................................................ 08 1.4. Doenças Bucais....................................................................................... 10 1.4.1. Patógenos Bucais................................................................................. 11 1.5. Doenças de Origem Microbiana Transmitidas Por Alimentos ................. 15 1.5.1. Bactérias de Origem Alimentar............................................................. 16 2. Objetivos................................................................................................... 19 3. Capítulo 1: Estudo Fitquímico das Espécies de Hortia ........................ 21 3.1. Procedimento Experimental..................................................................... 22 3.1.1. Materiais e Métodos............................................................................. 22 3.1.1.1. Métodos utilizados para o fracionamento e isolamento das substâncias ..................................................................................................... 22 3.1.1.2. Métodos instrumentais utilizados para a identificação e elucidação das estruturas ................................................................................................. 23 3.1.2. Preparação dos Extratos Brutos........................................................... 24 3.1.3. Fracionamento dos Extratos e Isolamento das Substâncias de H. oreadica .......................................................................................................... 26 3.1.3.1. Fracionamento do Extrato Hexânico do Tronco Subterrâneo ........... 26 3.1.3.2. Fracionamento do Extrato Diclorometano do Tronco Subterrâneo ... 27 3.1.3.3. Fracionamento do Extrato Diclorometano das Folhas ....................... 33 3.1.4. Fracionamento do Extrato e Isolamento das Substâncias de H. brasiliana ........................................................................................................ 34 3.1.4.1. Fracionamento do Extrato Diclorometano das Folhas ....................... 34 3.1.5. Fracionamento do Extrato e Isolamento das Substâncias de H. superba ........................................................................................................... 35 3.1.5.1. Fracionamento do Extrato Metanólico do Tronco .............................. 35 3.1.5.2. Fracionamento da Fração Diclorometano do Extrato Metanólico do Tronco ............................................................................................................. 35 3.2. Resultados e Discussão.......................................................................... 37 3.2.1. Derivados do Ácido Diidrocinâmico...................................................... 37 3.2.1.1. Determinação estrutural da substância 01........................................ 37 3.2.1.2. Determinação estrutural da substância 02........................................ 44 3.2.1.3. Determinação estrutural da substância 03........................................ 49 3.2.1.4. Determinação estrutural da substância 04........................................ 54 3.2.1.5. Determinação estrutural das substâncias 01 e 05 ............................. 58 3.2.1.6. Determinação estrutural da substância 06........................................ 65 3.2.1.7. Determinação estrutural das substâncias 03 e 07 ............................. 71 3.2.1.8. Biogênese dos Derivados do Ácido Diidrocinâmico .......................... 74 3.2.2. Derivados do Ácido Cinâmico............................................................... 75 3.2.2.1. Determinação estrutural da substância 08........................................ 75 3.2.2.2. Biogênese da substância 08.............................................................. 83 xxiv 3.2.3. Alcalóides............................................................................................. 84 3.2.3.1. Determinação estrutural da substância 09........................................ 84 3.2.3.2. Determinação estrutural da substância 10........................................ 92 3.2.3.3. Determinação estrutural da substância 11........................................ 101 3.2.3.4. Determinação estrutural da substância 12........................................ 105 3.2.3.5. Biogênese dos alcalóides.................................................................. 108 3.2.3.5.1. Alcalóides indolopiridoquinazolínicos............................................. 108 3.2.3.5.2. Alcalóides furoquinolínicos e 2-quinolonas..................................... 109 3.2.4. Limonóides........................................................................................... 111 3.2.4.1. Determinação estrutural da substância 13........................................ 111 3.2.4.2. Determinação estrutural da substância 14........................................ 121 3.2.4.3. Determinação estrutural da substância 15........................................ 130 3.2.4.4. Biogênese dos Limonóides................................................................ 139 4. Capítulo 2: Ensaios Biológicos............................................................... 145 4.1. Ensaios Bactericidas Frente a Xylella fastidiosa ..................................... 146 4.1.1. Procedimento Experimental.................................................................. 146 4.1.1.1. Preparação dos meios de cultivo ....................................................... 146 4.1.1.2. Crescimento de X. fastidiosa em Citrus sinensis................................ 149 4.1.1.3. Preparo do Inóculo para ensaio.......................................................... 149 4.1.1.4. Ensaios das Substâncias frente a X. fastidiosa ................................. 150 4.1.2. Resultados e Discussões ..................................................................... 155 4.2. Ensaios Bactericidas Frente à Patógenos Bucais ................................... 160 4.2.1. Procedimento Experimental.................................................................. 160 4.2.1.1. Substâncias Ensaiadas Frente à Patógenos Bucais ......................... 160 4.2.1.2. Metodologia dos Ensaios frente à Patógenos Bucais ....................... 162 4.2.2. Resultados e Discussões..................................................................... 165 4.2.2.1. Extratos de H. oreadica..................................................................... 165 4.2.2.2. Substâncias isoladas de H. oreadica ................................................. 166 4.2.2.3. Substâncias Quinolinônicas Sintéticas.............................................. 168 4.3. Ensaios Bactericidas Frente à Patógenos de Origem Alimentar ............. 172 4.3.1. Procedimento Experimental.................................................................. 172 4.3.1.1. Substâncias Ensaiadas Frente à Patógenos de Origem Alimentar ... 172 4.3.1.2. Metodologia dos Ensaios frente à Patógenos de Origem Alimentar ......................................................................................................... 173 4.3.2. Resultados e Discussões..................................................................... 174 5. Conclusão................................................................................................. 179 6. Referências Bibliográficas....................................................................... 183 FICHA CATALOGRÁFICA FOLHA DE APROVAÇÃO Dedico… Ao meu marido Maico Roris Severino, meu eterno amor, pelo carinho, amizade, companherismo, atenção, paciência, incentivo e amor em todos os momentos. Aos meus pais, Celso e Conceição, e ao meu irmão Vinicius, pelo amor e dedicação e por nunca medirem esforços para que eu consiga alcançar meus objetivos. AGRADECIMENTOS À Deus pelas oportunidades concedidas a mim, por me fazer acreditar que tudo é possível e por estar sempre iluminando a minha vida. À minha orientadora Profa. Dra. Maria Fátima das Graças Fernandes da Silva pela confiança, paciência, excelente convívio e estímulo à pesquisa e pelo seu modo especial de ver a vida e as pessoas. Aos professores que participaram da banca de defesa, Dra. Alessandra Alves de Souza e Dr. Luciano Moraes Lião, muito obrigado pelas considerações e contribuições para melhoria da versão final de minha dissertação. Aos professores João Batista Fernandes, Paulo Cezar Vieira e Edson Rodrigues Filho que direta ou indiretamente participaram da evolução deste trabalho e pela ótima convivência durante todos esses anos. À Profa. Dra. Alessandra Alves de Souza e toda a equipe do Centro de Citricultura pela orientação, ensinamentos, ajuda e contribuição nos ensaios biológicos. Ao Prof. Carlos Henrique Gomes Martins e aos alunos da UNIFRAN pela receptividade, ensinamentos, carinho e contribuição nos ensaios biológicos. À todos os amigos do Laboratório de Produtos Naturais da UFSCar que não citarei nomes por serem muitos, pela amizade, ensinamentos, apoio, prestatividade e colaboração neste trabalho e por proporcionarem um ambiente de trabalho prazeroso e familiar. Um agradecimento especial ao Dr. Sebastião da Cruz Silva e à Dra. Patrícia A. C. Braga que me forneceram algumas de suas substâncias para a realização dos ensaios biológicos. À Profa. Arlene e às alunas Juciane e Patrícia por terem cedido suas substância para serem ensaiadas. Aos amigos dos laboratórios de CLAE, LSPN, MASSAS, RMN e SÍNTESE. Aos professores do DQ-UFSCar pela contribuição na minha formação. Aos técnicos Luciana, Paulo, Valdir e Doraí por terem contribuído imensamente com esta dissertação através da realização de seus trabalhos. Aos meus pais Celso e Conceição e ao meu irmão Vinicius, pelas orações, incentivo, educação e amor dado ao longo da minha vida. Ao Maico, pelo incentivo, amor e por estar sempre ao meu lado durante todos estes anos. À minha segunda família, família Severino, pelo amor, carinho e por estarem sempre torcendo por mim. À FAPESP pela concessão da bolsa. À todos que contribuíram de alguma forma para a realização deste trabalho. 1. INTRODUÇÃO _____________________________________________________ Introdução 2 1.1- Família Rutaceae A ordem Sapindales, composta pelas famílias Rutaceae, Meliaceae, Burseraceae, Simaroubaceae, Bierbersteiniaceae, Kirkiaceae, Anacardiaceae, Sapindaceae e Nitrariaceae, é rica em diversas classes de metabólitos secundários, sendo de maior ocorrência cumarinas, alcalóides, flavonóides, quassinóides e limonóides. A família Rutaceae caracteriza-se por uma grande diversidade de metabólitos secundários não comuns nas demais famílias da ordem (DA SILVA et al. 1987; WATERMAN, 1983) e é composta por muitos gêneros, dos quais destaca-se o gênero Hortia, que compreende 12 espécies distribuídas desde o Panamá e norte da América do Sul (em especial Amazônia) até o centro leste do Brasil (JACOBS et al., 1987). Segundo levantamento bibliográfico há relatos de estudo fitoquímico de 8 espécies de Hortia, sendo elas H. arborea (ANTONACCIO et al., 1956; PACHTER et al., 1957; PACHTER et al., 1960; FERRACIN, 1992; MONACHE et al., 1976; MONACHE et al., 1977), H. badinii (CORRÊA et al., 1975; CORRÊA et al., 1979), H. longifolia (CORRÊA et al., 1976; PÁDUA, 1976), H. brasiliana (PACHTER et al., 1961, BRAGA, 2005), H. colombiana (SUAREZ et al., 1998, CUCA et al., 1998, SUAREZ et al., 2002), H. regia (JACOBS et al., 1986; JACOBS et al., 1987; TINTO, 1992), H. oreadica (BRAGA, 2005) e H. superba (BRAGA, 2005). São relatados para este gênero metabólitos secundários como derivados do ácido diidrocinâmico, alcalóides (furoquinolínicos, 2- quinolonas e β-indolopiridoquinazolínicos), cumarinas (simples, furanocumarinas e piranocumarinas), terpenóides (sesquiterpenos, triterpenos e limonóides), amidas e flavonóides ( flavonas e flavanona). No entanto, o posicionamento taxonômico do gênero Hortia, revela contradições entre os antigos botânicos. De Candolle dividiu a família Rutaceae em duas tribos, Diosmeae e Cusparieae, posicionando o gênero Hortia nesta última (DE CANDOLLE, 1824). Bentham & Hooker em 1862 propuseram modificações taxonômicas, tornando a família Rutaceae um pouco mais abrangente. Sete tribos foram formadas, adotando-se Cusparieae de onde o gênero Hortia foi excluído e posicionado na tribo Toddalieae, mas com comentários de que a classificação era duvidosa (BENTHAM e HOOKER, 1862). O sistema de Engler proposto em 1931, com as modificações de Scholz é o mais Introdução 3 aceito pelos atuais botânicos. Este é bastante semelhante àquele de Bentham & Hooker, e também não esclarece a classificação de Hortia, mantendo-a em Toddalieae (ENGLER, 1931; SCHOLZ, 1964). Dados de diversas fontes têm mostrado que a divisão das subfamílias de Engler (1931) é superficial, especialmente quanto ao reconhecimento de Toddalioideae. A similaridade química entre as subfamílias Rutoideae e Toddalioideae é tão pronunciada que levou Silva et al. (1988) a uní-las em uma única subfamília, Rutoideae, subdividindo-a em 17 tribos. Os gêneros americanos de Toddalioideae vieram a constituir três tribos dentro de Rutoideae e Hortia foi reposicionada em Cusparieae como fez anteriormente De Candolle (1824). Porém, as justificativas para isto não foram novamente convincentes, mostrando que os dados químicos revelam a mesma dificuldade para o posicionamento de Hortia. A única justificativa plausível para reclassificá-la seria que Hortia é o único representante americano na subtribo Toddaliinae. Na classificação de Silva et al.(1988), Cuspariea (tribo informal “Cusparia”) engloba, além de Hortia, o gênero Galipea, também neotropical. Engler em 1931 alocou em Toddaliinae gêneros da África, Austrália e América que eram filogeneticamente menos relacionados entre si do que com gêneros de outras tribos e até mesmo de outras subfamílias. Desta forma, Hortia estaria mais próxima dos gêneros de Cusparieae do que dos membros de Toddaliinae. 1.2- Produtos Naturais com Potencial Antimicrobiano Não há dúvidas de que as plantas são fontes promissoras de metabólitos secundários ativos (GELB et al., 2002) e fornecem muitos modelos moleculares para o desenvolvimento de novas substâncias com atividades biológicas. Assim sendo, no Brasil e no mundo buscam-se alternativas para o desenvolvimento de uma cultura ecologicamente correta e que seja sustentável. Para tal, um dos aspectos é o controle de doenças com o uso de extratos e compostos biologicamente ativos isolados de espécies de plantas. Investigações científicas relatam que cada vez mais microrganismos patogênicos e fitopatogênicos desenvolvem resistência frente à antimicrobianos comerciais. Neste aspecto antimicrobianos de origem natural, embora apresentem efeitos nocivos como os sintéticos, podem também ser considerados eficazes no Introdução 4 tratamento de doenças por apresentarem em sua composição substâncias efetivas. De uma forma geral, substâncias naturais com potencial biológico também são consideradas praticamente inofensivas ao meio ambiente pois degradam-se com maior velocidade que as sintéticas; não deixando resíduos no meio ambiente (DENNIS, 1987). Entretanto, apesar das vantagens que produtos naturais desempenham como possíveis antimicrobianos, o isolamento de pequena quantidade de massa destes metabólitos das plantas faz com que se torne necessário também a busca de compostos de partida de origem semi-sintética ou sintética para novas substâncias antimicrobianas. Com base nas informações acima, o grupo de Produtos Naturais (PN) da UFSCar vem realizando ensaios biológicos com metabólitos secundários obtidos de espécies vegetais bem como alguns compostos sintéticos frente à bactéria fitopatogênica Xylella fastidiosa que afeta a citricultura brasileira, e frente à patógenos bucais e de origem alimentar que representam um dos mais sérios problemas sócio-econômicos e de saúde pública em âmbito mundial; visando a busca de novos inibidores que sejam mais eficientes no combate destes microrganismos. 1.3- Doenças Citrícolas Pode-se definir doença como um distúrbio fisiológico, resultado de uma irritação contínua causada por agentes bióticos ou abióticos e que pode levar ao aparecimento de sintomas. Os agentes abióticos podem ser temperaturas muito altas ou muito baixas, intoxicação por pesticidas ou minerais, falta ou excesso de luz, umidade do solo, poluição atmosférica, acidez ou alcalinidade do solo. Dentre os agentes bióticos, destacam-se os fungos, vírus, viróides e bactérias (AGRIOS, 1997). A cultura de citrus é um alvo constante de inúmeras pragas e doenças, que encontrando condições favoráveis ao seu desenvolvimento são capazes de causar danos irreversíveis. A quantidade e qualidade das frutas cítricas são freqüentemente ameaçadas devido aos danos causados na planta, que dependendo da intensidade do ataque, pode torná-la improdutiva ou levar à sua erradicação. As principais doenças e pragas que afetam a citricultura Introdução 5 brasileira são: Leprose dos Citros, Clorose Variegada dos Citros (CVC), Gomose de Phytophthora, Greening, Cancro Cítrico, Declínio, Mancha Alternaria, Morte Súbita dos Citros (MSC), Pinta Preta, Podridão Floral dos Citros, Rubelose, Tristeza – Citrus Tristeza Virus (CTV) ( LARANJEIRA et al.; 1998). 1.3.1- Clorose Variegada dos Citros (CVC) A clorose variegada dos citros (CVC), conhecida também como “amarelinho dos citros”, é uma doença causada por uma bactéria gram-negativa denominada Xylella fastidiosa. A CVC foi constatada pela primeira vez em 1987 em pomares da região Noroeste do Estado de São Paulo (ROSSETTI et al., 1990; ROSSETTI & DE NEGRI, 1990) e vem se constituindo como a mais importante doença citrícola no Brasil. Em citros, logo após a primeira descrição da doença e antes mesmo da causa ter sido comprovada em condições experimentais, levantamentos de campo indicavam que todas as variedades de laranjas doces cultivadas, sendo as principais a Pêra Rio, Natal, Hamlim e Valência, eram atacadas pela doença. As tangerinas Ponkam e tangor Murcote, os limões e as limas ácidas Tahiti, de maior expressão comercial, por não manisfestarem os sintomas típicos da CVC foram caracterizados como resistentes. Estes resultados foram confirmados mais recentemente em estudo de campo onde foram avaliados diversos híbridos e espécies dos gêneros Citrus, Fortunela e Poncirus (LARANJEIRA et al., 1998). Neste estudo também não foram observadas diferenças consideráveis no nível de resistência dentro do grupo das laranjas doces, que poderia ser explorado comercialmente. É possível que os materiais que não apresentaram sintomas da CVC sejam tolerantes à doença, ou seja, permitindo o crescimento do patógeno em seus tecidos, como observado com as tangerinas Cravo e Ponkan por LI et al. (1996) e MACHADO et al. (1997), porém não expressando qualquer sintomatologia ou perda de produção. Estas plantas poderiam, no entanto, contribuir para o avanço da CVC nas variedades susceptíveis atuando como fontes de inóculo veiculados pelas cigarrinhas. Os sintomas da CVC manifestam-se apenas em ramos, folhas e frutos. As raízes não apresentam anormalidade alguma. Inicialmente, pode-se encontrar apenas um ou poucos ramos atacados na parte média ou superior da Introdução 6 planta, mas, com o passar do tempo, toda a árvore pode apresentar os sintomas típicos da anomalia. As plantas, quando muito afetadas, apresentam um aspecto de debilidade geral, denotado pela coloração amarelada. Contudo, o sintoma mais conhecido de CVC constitui-se de pequenas manchas internervais amarelas na face superior da folha (FIGURA 1.1, pg 06). Inicialmente, essas manchas não são muito extensas. A essas clorores correspondem, na face inferior, manchas de coloração variando entre o vermelho e o marrom. Em plantas muito afetadas pela CVC, é comum a presença de desequilíbrios nutricionais, notadamente de zinco, magnésio e potássio (ROSSETTI & DE NEGRI, 1990). FIGURA 1.1: Sintomas típicos de CVC em folhas de laranja doce. (Fonte: FUNDECITROS, 2008a) Os sintomas nos frutos surgem sempre após o aparecimento dos sintomas foliares e apenas nos ramos já afetados, havendo uma tendência à frutificação em “pencas” ( ROSSETTI & DE NEGRI, 1990; LARANJEIRA, 1998). Plantas afetadas apresentam sintomas de deficiência hídrica (murchamento de folhas), principalmente nas horas mais quentes do dia e independente do nível de encharcamento do solo, sintomas de deficiência mineral (particularmente zinco) e redução no crescimento da copa e no tamanho dos frutos que em citros se tornam impróprios para o consumo in natura ou comercialização. Em geral plantas de citros afetadas pela X. fastidiosa não chegam a morrer, mas a vida útil das plantações costuma ser bastante reduzida (FUNDECITRUS, 2008a)(FIGURA 1.2, pg 07). Introdução 7 FIGURA 1.2: Plantas com sintomas de CVC. (Fonte: FUNDECITROS, 2008a) 1.3.1.1- Xylella fastidiosa No Brasil, a bactéria X. fastidiosa tem causado muita preocupação, principalmente nos últimos 15 anos, e sido alvo de vários estudos, como o que resultou no seqüenciamento completo de seu genoma (SIMPSON et al., 2000), por ser o agente causal de doenças que podem gerar grandes prejuízos nas culturas de citros (CVC). Diferentemente da grande maioria das bactérias fitopatogênicas, a bactéria X. fastidiosa é um microrganismo de difícil cultivo em meios de cultura e que se limita ao xilema das plantas infectadas e aparelho bucal dos insetos vetores, as cigarrinhas (PURCELL e HOPKINS, 1996). É através desse grupo de insetos que, no campo, a bactéria é transmitida de uma planta à outra. Sob condições experimentais, com maior ou menor eficiência, 11 espécies transmitem o patógeno entre plantas cítricas (LOPES et al., 1996, ROBERTO et al., 1996, FUNDECITRUS, 1999, KRÜGNER et al., 1998, YAMAMOTO et al., 2002). Previamente foi demonstrado que a bactéria é capaz de crescer como um biofilme (MARQUES et al., 2002) e este biofilme poderia ser um fator importante para a patogenecidade (SOUZA et al., 2003). Biofilmes são definidos como uma matriz repleta de população microbiana aderidas umas às outras e nas superfícies e interfaces (COSTERTON et al., 1995). A maneira como X. fastidiosa coloniza o xilema, o que é facilmente observável em imagens feitas com microscopia eletrônica (LOPES et al., 2000, CHAGAS et al., 1992, ROSSETI et al., 1990, ALVES, 2003) e óptica, (QUEIROZ-VOLTAN e PARADELA FILHO, 1999) (FIGURA 1.3, pg 08) e as sintomatologias manifestadas por plantas afetadas, sugerem, no entanto, que os danos resultam principalmente de um Introdução 8 bloqueio no fluxo da água do solo para as partes aéreas das plantas e de um constante desvio de nutrientes (OSIRO et al., 2004; DE SOUZA et al., 2004). FIGURA 1.3: Vasos do xilema obstruído por células e células de X. fastidiosa (Fonte: FUNDECITROS, 2008a) 1.3.2- Incidência de CVC O Brasil é atualmente o maior produtor mundial de citros, correspondendo a 25,1% da plantação mundial, seguido pelos Estados Unidos, com 16,4% . A cultura encontra-se disseminada por todo o território nacional, com grande importância econômica e social para diversos estados onde se situa as dez principais culturas: São Paulo, Sergipe, Rio de Janeiro, Minas Gerais, Rio Grande do Sul e Bahia (RODRIGUEZ et al., 1991). As maiores plantações são de laranja (Citrus sinensis, 66%), tangerina ( C. reticulata, 15,4%), toranja ( C. paradisi, 8,5%) e limão (C. limon, 6,8%). O volume que representa nas exportações, a extensão em área ocupada e o número de empregos diretos e indiretos gerados pelo setor citrícola brasileiro, associados à rapidez com que a doença se disseminou para os grandes centros produtores de laranja, provavelmente através de mudas contaminadas (TUBELIS et al., 1992), têm feito da CVC um problema preocupante e também bastante estudado. Levantamentos conduzidos pela Fundecitrus a partir de 1996 nos meses que antecedem a colheita, mostram que sua incidência na área nobre da citricultura, que compreende 850 mil hectares localizados em 367 municípios das regiões sul, central, norte e noroeste de São Paulo e sul do triângulo mineiro (AYRES, 2000), tem-se mantido em níveis médios superiores a 30% (FUNDECITROS, 2008b). Pode-se verificar que a região norte do Estado de São Paulo e parte do Triângulo Mineiro são as que Introdução 9 apresentam maior incidência de CVC (FUNDECITROS, 2008b) (FIGURA 1.4, pg 09). FIGURA 1.4: Zoneamento citrícola considerado no levantamento de CVC em 2005 no Estado de São Paulo e parte do Triângulo Mineiro (Fonte: FUNDECITROS, 2008b) Os níveis de danos econômicos da CVC, estimados em cem milhões de dólares anuais, poderiam ser ainda maiores não fosse a adoção de medidas conjuntas de controle pelos produtores. Estas envolvem plantio de mudas sadias, poda de ramos sintomáticos, erradicação de plantas com sintomas generalizados e controle químico dos vetores (FUNDECITRUS, 2008c). Atualmente existe norma governamental que, desde janeiro de 2003, proíbe a comercialização em todo o estado de São Paulo de mudas que não tenham sido produzidas em viveiros telados totalmente livres de insetos (FUNDECITRUS, 2008d). Observando o levantamento realizado pela Fundecitrus no período de 1996 a 2005 (GRÁFICO 1.1, pg 10), pode-se verificar que nos anos de 2004 a 2005, houve um pequeno decréscimo na incidência de CVC, porém praticamente insignificante, quando comparado com as perdas que a doença causa para os setores envolvidos. Introdução 10 Gráfico 1.1: Comparação da incidência de CVC no período de 1996 a 2005 no Estado de São Paulo e parte do Triângulo Mineiro (Fonte: FUNDECITROS, 2008b) Desta forma, pode-se concluir que os métodos de manejos atuais da CVC não são eficazes, sendo necessário portanto empreendimento de esforços visando um conhecimento mais aprofundado de vários aspectos desses patossistemas de forma que medidas mais apropriadas sejam desenvolvidas. 1.4- Doenças Bucais As doenças bucais parecem ser devido a uma transição de uma associação comensal para uma relação oportunística com o hospedeiro. As bactérias da microbiota bucal podem sobreviver na cavidade oral por serem menos susceptíveis aos mecanismos imunológicos ou por serem capazes de sobrepujá-los. Desta forma, um desequilíbrio no ecossistema bucal pode acarretar a emergência de bactérias potencialmente patogênicas. Para a compreensão dos processos envolvidos na cariogênese e nas doenças periodontais é necessário um entendimento da ecologia da cavidade oral e a identificação dos fatores responsáveis pela transição da microbiota oral de uma associação comensal para uma relação patogênica com o hospedeiro. As características ambientais da cavidade oral, tais como alta umidade, temperatura relativamente constante de 34 a 36°C, pH próximo da neutralidade e disponibilidade de nutrientes (NASCIMENTO et al., 2004), permitem o estabelecimento de uma microbiota altamente complexa, composta Introdução 11 por cerca de 500 grupos bacterianos que habitam as diversas áreas da boca. Os microrganismos que colonizam os dentes produzem uma aderência que os capacitam a desenvolver um biofilme bacteriano que se adere à superfície dos dentes, formando comunidades microbianas organizadas em uma matriz complexa, composta de produtos extracelulares microbianos, constituintes salivares, restos alimentares, células mortas e descamadas da boca. Este biofilme é denominado placa bacteriana e é a causa principal das cáries e das doenças periodontais (MARCOTTE & LAVOIE, 1998). A composição da microbiota oral varia com a idade, hábitos alimentares, hormônios, fluxo salivar, condições imunológicas e outros fatores como higienização e alcoolismo. A colonização da cavidade oral por microrganismos tem início de seis a dez horas após o nascimento. As espécies pioneiras são as do gênero Streptococcus e provêm principalmente da mãe. 1.4.1- Patógenos Bucais A distribuição das bactérias bucais varia qualitativa e quantitativamente de acordo com o habitat. Bactérias do grupo Streptococcus como S. mutans, S. sobrinus, S. cricetus, S. rattus e S. sanguinis são encontrados em grandes números nos dentes enquanto que S. salivarius é isolada principalmente da língua. As espécies S. mutans e S. sanguinis aparecem na cavidade oral somente após a erupção dos dentes. A complexidade das comunidades bacterianas nas placas bacterianas torna difícil a determinação de um agente cariogênico específico. Há fortes evidências de que bactérias tais como S. mutans, S. sobrinus e Lactobacillus acidophilus estejam envolvidas na iniciação e progressão das cáries, respectivamente. Estes dois grupos bacterianos são capazes de metabolizar carboidratos em ácidos (primariamente ácido lático) e tolerar um ambiente com pH baixo. Contudo, grandes quantidades de S. mutans podem ser encontradas em placas bacterianas sem evidência de cáries. Dietas ricas em sacarose contribuem para a cariação dos dentes porque o S. mutans produz um polissacarídeo de aderência específica a partir da sacarose que é substrato para a produção do ácido lático. Bactérias láticas como Lactobacillus acidophilus produzem ácido lático que dissolvem o fosfato de cálcio Introdução 12 do esmalte dos dentes. A S. mutans pode, também, causar endocardite subaguda. Os microrganismos predominantes da placa bacteriana encontram-se na TABELA 1.1 (pg 12). TABELA 1.1: Bactérias predominantes na placa bacteriana (Fonte: MORETTI, 2007) Bactérias Predominantes na Placa Bacteriana Cocos Gram-positivos facultativos à oxigênio Streptococcus (S. mutans; S. sobrinus; S. cricetus) Bacilos Gram-positivos facultativos à oxigênio Actinomyces Bacilos Gram-negativos anaeróbios estritos Porphyromonas (P. gingivalis; P. endodontalis); Prevotella (P. melaninogenica; P. intermédia; P. loescheii; P. denticola) As imagens abaixo foram obtidas por micrografia eletrônica de varredura e de transmissão, respectivamente. A FIGURA 1.5 (pg 12) mostra bactérias orais aderidas umas sobre as outras formando filamentos de bactérias empilhadas. Na FIGURA 1.6 (pg 13) pode-se observar a superfície do 3º molar humano recoberta com Streptococcus sobrinus. FIGURA 1.5: Micrografia eletrônica de varredura de microrganismos compondo uma placa dental (Fonte: MORETTI, 2007) Introdução 13 FIGURA 1.6: Micrografia eletrônica de transmissão de S. sobrinus sobre a superfície dental (Fonte: MORETTI, 2007) A placa dental pode ser prontamente visualizada logo após um ou dois dias sem medidas de higiene bucal. A placa é branca, acinzentada ou amarela. O movimento dos tecidos e dos alimentos sobre os dentes resulta na remoção mecânica da placa, nos dois terços coronários da superfície do dente, ficando a placa localizada no terço gengival da superfície dentária. A localização e o ritmo de formação da placa variam entre os indivíduos. Na ausência de medidas de higiene bucal, a placa continua acumulando até que seja alcançado um equilíbrio entre as forças de remoção da placa e as forças de formação (MESQUINI et al., 2006). O processo de formação da placa pode ser dividido em quatro fases (FIGURA 1.7, pg 14). Na fase 1 observa-se a adsorção molecular para a formação do biofilme; na fase 2 ocorre a adesão bacteriana de microrganismos isolados; na fase 3 há um aumento na produção da matriz extracelular e multiplicação das bactérias aderidas; na fase 4 a adsorção seqüencial de novas bactérias formam um biofilme maduro e complexo (NEWMAN et al., 2004). Introdução 14 FIGURA 1.7. Fases da formação da placa (Fonte: LINDHE et al., 2005) Após a formação do biofilme, inicia-se um processo de propagação sistêmica de infecções periodontais, ou o ataque da placa dental que enfatiza a necessidade de um tratamento específico da infecção por biofilme subgengival. As infecções contidas na cavidade bucal podem repercurtir no organismo como um todo. Os micróbios disseminam-se sobre a superfície das mucosas úmidas e quentes. Alguns patógenos aderem às células epiteliais ou proliferam para o interior dos tecidos. Várias bactérias e fungos apresentam a capacidade de invadir o interstício, em função de sua motilidade ou da produção de enzimas líticas. Microrganismos também podem atingir os vasos linfáticos, alcançando os linfonodos e, daí, a corrente sanguínea. Assim, as infecções estafilocócicas, ou mesmo estreptocócicas, não tratadas podem progredir levando a uma endocardite infecciosa. Muitas vezes, as principais manifestações de doenças infecciosas surgem em locais distantes da entrada do agente patogênico (COTRAN et al., 1996). Devido à problemas conhecidos no tratamento de doenças periodontais causadas por microrganismos resistentes a antibióticos e devido às dificuldades encontradas por laboratórios na descoberta de novas moléculas com propriedades antimicrobianas, pesquisas nesta área têm se mantido restrita à poucos pesquisadores. Na realidade, algas, fungos e plantas superiores constituem atualmente importantes fontes para a prosperação de novas Introdução 15 moléculas bioativas, seja pelo uso direto de seus metabólitos secundários ou pelo emprego de derivados biossintéticos ou semi-sintéticos, os quais são produzidos com o objetivo de promover uma redução do número de microrganismos viáveis, ao inibir sua proliferação ou causar sua morte celular. 1.5- Doenças de Origem Microbiana Transmitidas por Alimentos Os alimentos de origem animal ou vegetal, frescos ou processados, incluindo a água, podem veicular diversos microrganismos patógenos, causadores de diversas perturbações fisiológicas nas pessoas que os consomem. Os alimentos que, eventualmente, estejam contaminados por microrganismos causadores de doenças, ao serem ingeridos, permitem que os patógenos ou seus metabólitos invadam os fluídos ou os tecidos do hospedeiro potencializando algumas doenças graves, como por exemplo, a tuberculose e a febre de Malta também conhecida como febre ondulante, resultantes da ingestão de leite não pasteurizado ou de queijos, em particular queijos frescos, contaminados por populações bacterianas, de Mycobacterium bovis e M. tubercolosis, ou por Brucella abortus, agentes respectivamente responsáveis pela doença referida (DENNIS,1987). As doenças de origem alimentar representam um perigo de grande relevância para a saúde humana e para a economia dos indivíduos, famílias e nações e podem ser provocadas por diversos grupos de microrganismos, incluindo bactérias, fungos, protozoários e vírus. As bactérias, pela sua diversidade e patogenia, constituem, de longe, o grupo microbiano mais importante e vulgarmente associado às doenças transmitidas pelos alimentos e portanto este grupo foi o foco deste estudo. Os alimentos podem ser contaminados por bactérias patogênicas para o homem, como resultado de deficientes condições de higiene durante o seu processamento, quer a partir de pessoas ou animais doentes, quer a partir de fezes provenientes de indivíduos infectados. Os alimentos podem, também, constituir um perigo para a saúde pública, devido ao crescimento excessivo de populações bacterianas na superfície ou no interior dos mesmos, oriundas do meio ambiente capazes de produzir toxinas (exotoxinas), que ao serem ingeridas com o alimento podem causar graves problemas (PELCZAR et al., 1980). Introdução 16 1.5.1- Bactérias de Origem Alimentar Os principais gêneros bacterianos envolvidos no mecanismo de infecção alimentar são: Escherichia, Salmonella, Shigella, Vibrio e Bacillus. O gênero Escherichia é composto por uma única espécie: E. coli, o ser vivo mais estudado e conhecido do Homem. Praticamente todos os alimentos, quer de origem vegetal, quer de origem animal que não tenham sido objetos de processamento, podem veicular a E. coli, desde que, em algum momento, tenham sido sujeitos a poluição fecal. E. coli já provocou um surto nos Estados Unidos em 1968, devido à ingestão de água não clorada, proveniente de poço artesiano, e provavelmente contaminada com fezes humanas. Vários surtos de origem alimentar ocorrerram na Inglaterra. Um deles em 1967, através da ingestão de carne de porco previamente preparada, e outro em 1973, atribuído à ingestão de torta de carne contaminada (DOYLE E CLIVER,1990). Este tipo de microrganismo pode se difundir através da água, alimentos e pelo contato pessoa a pessoa. Poucos alimentos tem sido associados a surtos de toxinfecção alimentar provocados por este grupo, mas salmão, carne de aves, leite e queijo Camembert tem sido veículos. Um dos casos mais alarmantes de infecção alimentar por E. coli ocorreu nos Estados Unidos em 1971, em que aproximadamente 380 pessoas ingeriram queijo Camembert contaminado. O queijo era de origem francesa e continha E. coli O:124 em contagens de 105–107 microrganismos/grama (DOYLE e CLIVER, 1990). O período de incubação da doença varia de 3 a 9 dias, com média de 4 dias, e duração da doença varia de 2 a 9 dias, também com média de 4 dias. O gênero Salmonella é composto por três principais espécies que estão associadas às infecções alimentares: S. typhimurium, S. enteritidis e S. newport, responsáveis pelos maiores incidentes; esta última espécie produz uma enterotoxina de natureza lipopolissacarídica com elevado peso molecular. Os alimentos mais susceptíveis à contaminação por Salmonelas são o leite, queijos, chocolates, carnes frescas, nomeadamente, carcaças de aves. A FIGURA 1.8 (pg 17) foi obtida via microscopia de varredura e mostra algumas colônias de Salmonella. As espécies do gênero Shigella são os agentes causais da disenteria bacilar no Homem, tendo-se isolado quatro espécies associadas a esta Introdução 17 doença no Homem: S. dysenteriae, S. boydii, S. flexneri e a S. sonnei. Estas espécies são restritas aos humanos, sendo a poluição fecal a sua principal via de contaminação e dispersão. FIGURA 1.8: Colônias de Salmonella (Fonte: FUNDACION ANNA VÁSQUEZ, 2007) O gênero Vibrio inclui duas espécies patogêneas para o Homem, denominadas, V. cholerae, responsável pela cólera, e V. parahaemoliticus, bem adaptada aos ambientes marinhos e associada às infecções alimentares por ingestão de peixe, moluscos e crustáceos contaminados. O gênero Bacillus compreende uma única espécie: Bacillus cereus, que habita preferencialmente o ar, o solo, águas e diferentes alimentos de origem vegetal (cereais), lacticínios e produtos cárneos. A FIGURA 1.9 (pg 17) ilustra várias colônias de B. cereus. FIGURA 1.9: Colônias de Bacillus cereus (Fonte: WIKIPÉDIA, 2007) Introdução 18 Os sintomas causados por doenças de origem microbiana transmitidas por alimentos podem ser simplesmente incômodos, sem gravidade maior, ou muitas vezes levar à quadros clínicos de alto risco ou mortes. Por isso é imprescindível a adoção de medidas que evitem o desenvolvimento dessas doenças, como por exemplo, inibir a proliferação destes microrganismos no ambiente, com substâncias ativas que sejam de fato eficientes e não prejudiciais à saúde. 2. OBJETIVOS _____________________________________________________ Objetivos 20 Este trabalho teve como objetivo principal o isolamento e elucidação estrutural de metabólitos secundários de Hortia oreadica, H. brasiliana e H. superba, visando a aplicação dos resultados na investigação de vários problemas, entre eles: Quimiossistemática do gênero Hortia: A classificação do gênero Hortia dentro da família Rutaceae ainda é duvidosa. A avaliação de várias espécies de Hortia teve como objetivo o isolamento de metabólitos secundários que pudessem contribuir para o posicionamento quimiossistemático do gênero dentro da família. Para isto várias partes vegetais das espécies H. oreadica Groppo, Kallunki & Pirani, H. brasiliana Vand. Ex DC e H. superba consistiram o material de estudo deste trabalho. Investigar o potencial antibacteriano de substâncias isoladas de espécies de Hortia e substâncias quinolinônicas sintéticas frente à X. fastidiosa, visando o controle da CVC que é uma das doenças mais importantes da citricultura brasileira. Avaliar a atividade antibacteriana in vitro de extratos e substâncias isoladas de Hortia, bem como uma série de substâncias sintéticas frente à patógenos bucais e de origem alimentar, com o objetivo de encontrar substâncias antibacterianas capazes de combater agentes causadores de doenças periodontais e microrganismos presentes em alimentos, responsáveis por inúmeras doenças no homem. 3. CAPÍTULO 1: ESTUDO FITOQUÍMICO DAS ESPÉCIES DE HORTIA _____________________________________________________ Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 22 3.1- PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL 3.1.1- Materiais e Métodos 3.1.1.1- Métodos utilizados para o fracionamento e isolamento das substâncias a) Fracionamentos por Cromatografia em Coluna (CC), utilizando as seguintes fases estacionárias: Sílica gel 60 (70-230 Mesh ASTM), MERCK Sílica gel (230-400 Mesh ASTM), MERCK Celulose microcristalina, VETEC Sephadex LH-20 Florisil (230-400 Mesh ASTM) b) Separação de misturas de substâncias via Cromatografia em Camada Delgada Preparativa (CCDP) utilizando: Cromatoplaca de sílica gel 60 HF254 em alumínio, MERCK Placa preparativa de sílica gel 60 HF254 em vidro, MERCK c) Separação de misturas de substâncias via Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (CLAE), utilizando os cromatógrafos: SHIMADZU SCL-10A, (condições preparativas); SHIMADZU modelo LC-6AV, (condições preparativas com válvula de reciclo (CLAE-R) e “loop” de 2 mL) Com os seguintes detectores: Espectrofotômetro UV-VIS. Modelo SPD- GAV, Shimadzu para CLAE-R; Detector de índice de refração Shimadzu VIR-6AV para CLAE-R. Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 23 d) Solventes utilizados no fracionamento e identificação dos compostos: Solventes comerciais MERCK, SINTH, VETEC, LABSYNTH e outros destilados na sala de destilação do Departamento de Química da UFSCar Solventes grau HPLC da JTB; Solventes deuterados da MERCK e ALDRICH. e) Evaporadores rotatórios utilizados para preparar e fracionar extratos: BUCHI, rotavapor R-114, equipado com banho BUCHI B-480 e recirculador refrigerado NESLAB, modelo CFT-25 mantido a 5°C. BUCHI, rotavapor R-200, equipado com banho BUCHI 490 e recirculador refrigerado NESLAB, modelo CFT-25 mantido a 5°C. f) Liofilizador utilizado para extratos hidroalcoólicos: Modelo E.C. Modulyo-Pump Savant VLP 80 3.1.1.2- Métodos instrumentais utilizados para a identificação e elucidação das estruturas a) Ressonância Magnética Nuclear (RMN), utilizando as técnicas de RMN de 1H e 13C, COSY, HMBC, HSQC, g-NOESY via os seguintes aparelhos: BRUKER modelo DRX 400 (9,4 Tesla) BRUKER modelo ARX 200 (4,7 Tesla) b) Espectrometria de massas, utilizando os seguintes aparelhos: Cromatógrafo de fase gasosa Shimadzu GC-17A, equipado com uma coluna DB5, L= 30m, Φ= 0,32mm e filme= 0,25µm acoplado ao espectrômetro de massas de baixa resolução HP-2576 Cromatógrafo de fase gasosa acoplado ao espectrômetro de massas de baixa resolução Shimadzu CG-EM QP5000, equipado com uma coluna HP1, L= 25m, Φ= 0,20mm e filme= 0,25µm Espectrômetro de massas ESI-MS e DCI-MS de baixa resolução VG Platform II (Fisons). Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 24 3.1.2- Preparação dos Extratos Brutos A espécie H. brasiliana Vand. Ex DC foi coletada em 11 de maio de 2000, no município de Linhares, Espirito Santo. As espécies H. superba e H. oreadica Groppo, Kallunki & Pirani foram coletas de 21 a 23 de janeiro de 2001 em uma Reserva DUCKE no município de Itacoatiara, Amazonas. Todas as espécies foram identificadas pelo Prof. Dr. José Rubens Pirani, do Departamento de Botânica, Instituto de Biociências da Universidade de São Paulo (USP-SP) e as exsicatas encontram-se depositadas no mesmo instituto. A FIGURA 3.1 (pg 24) mostra três árvores de espécies de Hortia, sendo na ordem da esquerda para a direita, H. brasiliana, H. oreadica e H. superba. As partes vegetais das espécies de Hortia foram secas em estufa de circulação a 40°C durante aproximadamente 10 dias e posteriormente trituradas em moinho. O material seco e moído foi percolado com solventes para extração de metabólitos secundários, em ordem crescente de polaridade [Hexano (EH), Diclorometano (ED), Metanol (EM) e em alguns casos, uma mistura na proporção 1:1 de Metanol:Água (EMA)] a temperatura ambiente com três agitações por dia. A extração para cada solvente perpassou-se três dias com uma troca de solvente por dia, totalizando doze dias, sendo três para cada solvente. O FLUXOGRAMA 3.1 (pg 25) ilustra o procedimento de formação dos extratos. A preparação dos extratos deu-se no período de fevereiro a maio de 2001. FIGURA 3.1: Espécies de Hortia (H. brasiliana, H. oreadica e H. superba) Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 25 FLUXOGRAMA 3.1: Preparação dos extratos das espécies de Hortia a) Extração com Hexano b) Extração com Diclorometano c) Extração com Metanol d) Extração com mistura de Metanol/Água na proporção de 1:1 Os extratos foram concentrados em rotaevaporador e no caso dos extratos hidroalcóolicos liofilizados; a seguir todos os extratos foram conservados em refrigerador para evitar degradação dos mesmos. As massas das partes vegetais e dos extratos obtidos a partir de cada uma delas está descrito na TABELA 3.1 (pg 25). TABELA 3.1 - Massas obtidas de material vegetal e extratos H. brasiliana Massas de Extratos Obtidas (g) Material Vegetal Massa Vegetal (g) EH ED EM EMA Tronco 938 1,6 2,9 26,2 ● Folhas 655 16,0 21,7 25,9 ● Casca 270 1,0 1,1 5,6 ● H. oreadica Massas de Extratos Obtidas (g) Tronco 2.475 8,2 8,4 50,6 ○ Tronco Subterrâneo 3.325 85,9 67,6 244,0 ● Folhas 3.180 93,0 161,0 42,0 ○ H. superba Massas de Extratos Obtidas (g) Tronco 2.280 0,96 8,2 18,1 ○ Casca 800 0,43 3,2 1,6 ○ ● Extratos preparados somente para ensaio biológico ○ Extratos não preparados Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 26 3.1.3- Fracionamento dos Extratos e Isolamento das Substâncias de H. oreadica 3.1.3.1- Fracionamento do Extrato Hexânico do Tronco Subterrâneo O extrato hexânico do tronco subterrâneo de H. oreadica (EHTSHB) foi fracionado em um funil de placa sinterizada sob vácuo utilizando-se sílica gel 70-230 mesh, o que forneceu 4 subextratos (FLUXOGRAMA 3.2, pg 26). A partir da obtenção de um espectro de RMN de 1H dos 4 subextratos, o subextrato EHTSHB(D) foi escolhido para refracionamento (FLUXOGRAMA 3.3, pg 27) por apresentar sinais relativos à substâncias de interesse como derivados do ácido diidrocinâmico e cumarinas. O subextrato EHTSHB(A) proporcionou o isolamento do derivado do ácido diidrocinâmico ácido 3-fenil-[2’,6’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’- dimetilpirano]propiônico 01. Os subextratos EHTSHB(H) e EDTSHB(M) foram refracionados mas não forneceram nenhum metabólito de interesse. FLUXOGRAMA 3.2: Fracionamento do extrato EHTSHB Cromatografia à vácuo em funil de placa sinterizada Sílica gel (70-230 mesh) φ = 10,0 cm, h= 20,0 cm 2L Hex. 2L Dicl. 3L MeOH. 1L AcOEt. EHTSHB 5,0 g EHTSHB(H) 0,155 g EHTSHB(D) 2,922 g EHTSHB(A) 1,20 g EHTSHB(M) 0,581 g Substância 01 1,20 g Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 27 FLUXOGRAMA 3.3: Resumo do fracionamento do subextrato EHTSHB(D) Do subextrato EHTSHB(D) foram isolados os derivados do ácido diidrocinâmico 3-fenil-[2’-metoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propionato de metila (02), 3-fenil-[2’,6’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propionato de metila (03), 3-fenil-[2’,5’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propionato de metila (04) e a mistura do derivado do ácido diidrocinâmico (03) com a cumarina 5-metoxiseselina (07). 3.1.3.2- Fracionamento do Extrato Diclorometano do Tronco Subterrâneo O extrato diclorometano do tronco subterrâneo de H. oreadica (EDTSHB) foi fracionado em um funil de placa sinterizada sob vácuo utilizando-se sílica gel 70-230 mesh, o que forneceu 5 subextratos (FLUXOGRAMA 3.4, pg 28). A partir da obtenção de um espectro de RMN de 1H dos 5 subextratos, o subextrato EDTSHB(A) foi escolhido para ser refracionado devido a presença de sinais interessantes que poderiam estar relacionados à substâncias de interesse. O espectro do subextrato EDTSHB(D1) apresentou uma quantidade elevada de material graxo e por este motivo foi reservado. O subextrato EDTSHB(D2) foi refracionado, porém nenhuma das frações provenientes foram trabalhadas. O subextrato EDTSHB(M) também foi refracionado, mas não forneceu nenhum metabólito puro. EHTSHB(D) 2,92 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (230-400 Mesh) Φ= 2,3 cm, h= 48,0 cm Hex:AcOEt 10% 1-9 0,511 g 10-18 0,150 g 19-34 0,473 g Substância 02 0,473 g 35- 40 0,710 g 41 0,155 g 42- 50 0,121 g 51 0, 039 g 52 a 56 0, 650 g Substância 03 0,155 g Substância 03 e 07 0,121 g Substância 04 0,039 g Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 28 FLUXOGRAMA 3.4: Fracionamento do extrato EDTSHB EDTSHB 10,0 g EDTSHB(H) 0,923 g EDTSHB(D2) 1,534 g EDTSHB(A) 4,50 g EDTSHB(M) 1,221 g EDTSHB(D1) 1,10 g (D2)1 a (D2)13 (M)1 a (M)8 CCDP Celulose Microcristalina Φ= 5,3 cm, h= 20,0 cm Hex → MeOH Cromatografia à vácuo em funil de placa sinterizada Sílica gel (70-230 Mesh) Φ= 10,0 cm, h= 18,0 cm 1 L Hex. 1 L Dicl. 1 L Dicl. 1L AcOEt 1 L MeOH Cromatografia por adsorção Sílica gel (230-400 mesh) φ = 5,2 cm, h = 28,0cm Hex → MeOH Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 29 FLUXOGRAMA 3.5: Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de sua fração 15-17 * EDTSHB(A) 4,5 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (70-230 Mesh) φ = 5,3 cm, h = 41,0cm Hex→ MeOH (A) 12-13 0,083 g (A)1-11 0,021 g (A) 14 0,157 g (A) 15-17 0,213 g 1- 2 0,004 g 3 0,003 g 4 - 6 0,038 g 7 0,039 g 8 - 9 0,087 g 10 - 11 0,038 g CLAE-Reciclante * Substância 10 0,004 g Substância 04 0,039 g Substâncias 03 e 07 0,017 g 1- 13 0,004 g 14 0,009 15-17 0,017 18- 25 0,030 g 38-44 0,008 Substância 04 0,009g Cromatografia por adsorção Sílica gel(70-230 Mesh) φ = 1,0 cm, h = 14,0 cm Hex→ MeOH 26-37 0,015 g Coluna Polimérica Preparativa Shodex Asahipak (45,0 x 2,5 cm, partícula de 5 µm); Loop: 500 µL Fase Normal com Eluição Isocrática: MeOH: Dicl. 1:1; Detector UV λ: 217 e 254 nm; Vazão: 3 mL/min. Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 30 FLUXOGRAMA 3.6: Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de suas frações 18-19 e 20. FLUXOGRAMA 3.7: Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de suas frações 23 e 25-26. * EDTSHB(A) 4,5 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (70-230 Mesh) φ = 5,3 cm, h = 41,0cm Hex→ MeOH (A)1-17 (A)18-19 0,123 g (A)20 0,264 g (A)21-22 0,187 g CLAE-Reciclante * 1-6 0,029 g 7-8 0,017 g 9-10 0,042 g 11-13 0,031 g Substância 11 0,017 g Substância 09 0,042g Substância 10 0,031g Substância 01 0,187 g CLAE- Reciclante * 1-3 0,032 g 4-5 0,074 g 6-7 0,088 g 8-9 0,056 g Substância 09 0,056 g Substâncias 01 e 05 0,074 g EDTSHB(A) 4,5 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (70-230 Mesh) φ = 5,3 cm, h = 41,0cm Hex→ MeOH (A)18-22 (A)25-26 0,136 g Substância 01 0,025 g (A)23 0,202 g (A)24 0,025 g 1-2 0,029 g 3-4 0,042 g 5-6 0,062 g Substância 03 0,042 g Substâncias 03 e 07 0,062 g 1-2 0,058 g 3- 4 0,126 g 5 0,012 g Substâncias 01 e 05 CLAE-Reciclante * CLAE-Reciclante * Coluna Polimérica Preparativa Shodex Asahipak (45,0 x 2,5 cm, partícula de 5 µm); Loop: 500 µL Fase Normal com Eluição Isocrática: MeOH: Dicl. 1:1; Detector UV λ: 217 e 254 nm; Vazão: 3 mL/min. Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 31 FLUXOGRAMA 3.8: Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de sua fração 28-30. FLUXOGRAMA 3.9: Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de sua fração 32-34. * EDTSHB(A) 4,5 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (70-230 Mesh) φ = 5,3 cm, h = 41,0cm Hex→ MeOH (A)18-26 Substância 13 0,397 g (A)28-30 0,397 g (A)27 0,024 g (A)31 0,110 g EDTSHB(A) 4,5 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (70-230 Mesh) φ = 5,3 cm, h = 41,0cm Hex→ MeOH (A)26-31 (A)32-34 0,922 g CLAE-Reciclante * 1-3 0,078 g 4-6 0,135 g 7-8 0,342 g 9-12 0,329 g Substância 06 0,342 g (A)35-37 0,140 g Coluna Polimérica Preparativa Shodex Asahipak (45,0 x 2,5 cm, partícula de 5 µm), Loop: 500 µL, Fase Normal com Eluição Isocrática: MeOH: Dicl. 1:1, Detector UV λ: 217 e 254 nm, Vazão: 3 mL/min. Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 32 FLUXOGRAMA 3.10: Resumo do fracionamento do subextrato EDTSHB(A) e de sua fração 35-37. * EDTSHB(A) 4,5 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (70-230 Mesh) φ = 5,3 cm, h = 41,0cm Hex→ MeOH (A)26-34 (A)35-37 0,140 g (A)38-39 0,123 g 1-15 0,011 g 16-19 0,006 g 21 0,021 g 23-25 0,009 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (230-400 Mesh) φ = 2,3 cm, h = 22,0 cm Hex→ MeOH CLAE-Reciclante * 4-5 0,007 g 9-10 0,006 g Substância 15 0,007 g 20 0,039 g 22 0,045 g 1-3 0,015 g 6-8 0,013 g 1-3 0,002 g 4-6 0,007 g 7-9 0,003g Substância 14 0,007 g 3-4 0,029 g 7-9 0,002 g Substância 14 0,029 g 1-2 0,003 g 5-6 0,007 g CLAE-Reciclante * CLAE-Reciclante * 10-11 0,006 g Substância 08 0,006 g Coluna Polimérica Preparativa Shodex Asahipak (45,0 x 2,5 cm, partícula de 5 µm), Loop: 500 µL, Fase Normal com Eluição Isocrática: MeOH: Dicl. 1:1, Detector UV λ: 217 e 254 nm, Vazão: 3 mL/min. Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 33 O subextrato EDTSHB(A) proveniente do extrato diclorometânico do tronco subterrâneo de H. oreadica foi fracionado, assim como suas frações de acordo com os FLUXOGRAMAS 3.5 a 3.10 (pgs 29 a 32). Deste subextrato foram isolados os derivados do ácido diidrocinâmico ácido 3-fenil-[2’,6’-dimetoxi-(3’,4’- O:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propiônico 01, 3-fenil-[2’,6’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)- 2’’,2’’-dimetilpirano]propionato de metila 03, 3-fenil-[2’,5’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)- 2’’,2’’-dimetilpirano]propionato de metila 04, a mistura ácido 3-fenil-[2’, 6’-dimetoxi- (3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propiônico 01 e ácido 3-fenil-[2’-metoxi-(3’,4’- O:5’’,6’’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propiônico 05, ácido 3-fenil-[2’,5’-dimetoxi-(3’,4’- O:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propiônico 06, a mistura 3-fenil-[2’,6’-dimetoxi-(3’,4’- O:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propionato de metila 03 e cumarina 5-metoxiseselina 07; o derivado do ácido cinâmico ácido 3,4-dimetoxi-α(3-hidroxi-4- carbometoxifenil)cinâmico 08, os alcalóides rutaecarpina 09, 7,8- desidrorutaecarpina 10 e dictamina 11 e os limonóides guianina 13, hortiolida E 14 e hortiolida G 15. 3.1.3.3- Fracionamento do Extrato Diclorometano das Folhas O extrato diclorometano das folhas foi fracionado via a técnica de HSCCC (High Speed Countercurrent Chromatography) preparativa (FLUXOGRAMA 3.11, pg 34) utilizando um sistema de solventes composto por etanol, água, acetonitrila e hexano, sendo a fase estacionária etanol, água e acetonitrila (8:1:1) e a fase móvel composta apenas por hexano. As frações obtidas a partir deste extrato foram submetidas à análise por CCDA, agrupadas de acordo com as similaridades e a seguir refracionadas. Assim, este extrato proporcionou o isolamento do derivado do ácido diidrocinâmico 3-fenil-[2’,6’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propionato de metila 03, dos alcalóides rutaecarpina 09 e dictamina 11 e do limonóide guianina 13. Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 33 FLUXOGRAMA 3.11: Resumo do fracionamento do extrato EDFHB e de suas frações 15-19, 23-26 e 31-34. EDFHB 2,5 g HSCCC 3 colunas; 800 rpm Hex:EtOH:H2O:ACN (10:8:1:1) 1-7 0,248 g 12-14 0,445 g Substância 13 0,04 g 15-19 0,136 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (230-400 mesh) φ = 3,0 cm, h = 45,0 cm Hex:Acetona 20% 20-22 0,148 g 1- 8 0,051 g 23-26 0,463 g 8-11 0,495 g 27-30 0,074 g 31-34 0,351 g 9- 13 0,04 g 14- 17 0,038 g 1- 10 0,18 g 11- 12 0,133 g 13- 16 0,11 g Substância 09 0,11 g Cromatografia por exclusão Sephadex LH-20 φ = 2,5 cm, h = 51,0 cm MeOH:Dicl. 40% Substância 03 0,148 g Cromatografia por exclusão Sephadex LH-20 φ = 2,5 cm, h = 51,0 cm MeOH:Dicl. 40% 1- 3 0,127 g 4- 5 0,088 g 6- 7 0,129 g Substância 11 0,088 g Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 34 3.1.4- Fracionamento do Extrato e Isolamento das Substâncias de H. brasiliana 3.1.4.1- Fracionamento do Extrato Diclorometano das Folhas O extrato diclorometano das folhas foi estudado fitoquimicamente utilizando diversas técnicas cromatográficas. O fracionamento levou ao isolamento dos derivados do ácido diidrocinâmico ácido 3-fenil-[2’, 6’-dimetoxi-(3’, 4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propiônico 01, 3-fenil-[2’-metoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)- 2’’,2’’-dimetilpirano]propionato de metila 02, 3-fenil-[2’,5’-dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)- 2’’,2’’-dimetilpirano]propionato de metila 04 e do alcalóide rutaecarpina 09. O FLUXOGRAMA 3.12 (pg 34) mostra de forma resumida como este estudo foi realizado. FLUXOGRAMA 3.12: Resumo do fracionamento do extrato EDFHA e de suas frações 10-14 e 24-26. * EDFHA 3,0 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (230-400 mesh) φ = 5,3 cm, h = 32,0cm Hex → MeOH 1-2 0,306 g 3 0,494 g 10-14 0,934 g 1 0,098 g CCDP Hex: AcOEt 8:2 15-20 0,188 g 24-26 0,479 g 27-30 0,085 g 4-9 0,233 g 2 0,11 g 3 0,231 g 4 0,307 g Substância 01 0,098 g CLAE-Reciclante * 1-3 0,005 g 4-6 0,049 g 7 0,087 g 8-9 0,075 g Substância 09 0,087 g 21-23 0,051 g 1 0,087 g 2-4 0,13 g 5-7 0,149 g 8-9 0,071 g Substância 02 0,087 g Substância 04 0,149 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (230-400 Mesh) Φ= 2,3 cm, h= 50,0 cm Hex:AcOEt 10% Coluna Polimérica Preparativa Shodex Asahipak (45,0 x 2,5 cm, partícula de 5 µm); Loop: 500 µL Fase Normal com Eluição Isocrática: MeOH: Dicl. 1:1; Detector UV λ: 217 e 254 nm.; Vazão: 3 mL/min. Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 35 3.1.5- Fracionamento do Extrato e Isolamento das Substâncias de H. superba 3.1.5.1- Fracionamento do Extrato Metanólico do Tronco O extrato metanólico do tronco foi submetido à partição líquido-líquido, gerando quatro frações: fração hexano (EMTHS-H), fração diclorometano (EMTHS-D), fração acetato de etila (EMTHS-A) e fração hidroalcoólica (EMTHS- Hidro), de acordo com o FLUXOGRAMA 3.13 (pg 35). A partir da obtenção de um espectro de RMN de 1H das quatro frações, a fração EMTHS(D) foi escolhida para refracionamento por apresentar sinais relativos à substâncias de interesse como alcalóides e cumarinas. O espectro de EMTHS(H) apresentou quantidade relevante de material graxo e por este motivo a fração foi reservada. As frações EMTHS(A) e EMTHS(hidro) também foram reservadas para serem refracionadas posteriormente. FLUXOGRAMA 3.13: Particionamento do extrato EMTHS 3.1.5.2- Fracionamento da Fração Diclorometano do Extrato Metanólico do Tronco A fração diclorometano do extrato metanólico do tronco (EMTHS-D) foi estudada fitoquimicamente utilizando diversas técnicas cromatográficas (FLUXOGRAMA 3.14, pg 36). O fracionamento levou ao isolamento dos EMTHS 103,0 g EMTHS (H) 3,0 g EMTHS (D) 10,5 g EMTHS (A) 15,0 g Partição Líquido-Líquido Hex:Dicl:AcOEt EMTHS (Hidro) 49,0 g Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 36 alcalóides rutaecarpina 09, dictamina 11, N-metilflindersina 12 e do limonóide hortiolida E 14. FLUXOGRAMA 3.14: Resumo do fracionamento do extrato EMTHS-D e de suas frações 3- 5, 6-7 e 11-14. * EMTHS-D 3,0 g 1-2 0,306 g 3-5 0,432 g 6-7 1,09 g 8-10 0,596 g 11-14 0,147 g 15-17 0,206 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (230-400 mesh) φ = 5,3 cm, h = 35,0 cm Hex→ MeOH 1 0,076 g 5 0,085 g Substância 09 0,260 g 2- 4 0,260 g Cromatografia por adsorção Sílica gel (230-400 mesh) φ = 2,3 cm, h = 21,0 cm Hex:AcOEt 10% 1 0,293 g 2-3 0,45 g 4-6 0,236 g Substância 12 0,293 g Substância 11 0,236 g 1-2 0,006 g 4-5 0,058 g 3 0,077 g 1 0,023 g 2-3 0,051 g Substância 14 0,051 g Substância 09 0,058 g Cromatografia por exclusão Sephadex LH-20 φ = 2,5 cm, h = 51,0 cm MeOH:Dicl. 30% Cromatografia por adsorção Sílica gel (230-400 mesh) φ = 2,3 cm, h = 25,0 cm Hex:AcOEt 10% CLAE-Reciclante * Coluna Polimérica Preparativa Shodex Asahipak (45,0 x 2,5 cm, partícula de 5 µm), Loop: 500 µL, Fase Normal com Eluição Isocrática: MeOH: Dicl. 1:1, Detector UV λ: 217 e 254 nm, Vazão: 3 mL/min. Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 37 3.2- RESULTADOS E DISCUSSÃO 3.2.1 – Derivados do Ácido Diidrocinâmico Os derivados do ácido diidrocinâmico são de ocorrência na família Rutaceae, sendo descritos em literatura para os gêneros Adiscanthus (VIEIRA et al., 1980), Drummondita (RASHID et al., 1992), Geleznowia (RASHID et al., 1991), Eriostemon (SARKER et al., 1994a, SARKER et al., 1994b, SARKER et al., 1995a, SARKER et al., 1995b) e Micromelum (RAHMANI et al., 1994). Para o gênero Hortia estão descritos na literatura 15 derivados do ácido diidrocinâmico, sendo os mesmos isolados de H. badinii (CORREA et al., 1975; CORREA et al., 1979), H. regia (TINTO, 1992), H. colombiana (SUAREZ, et al., 2002), H. oreadica (BRAGA, 2005) e H. brasiliana (BRAGA, 2005). Neste estudo foram isolados seis derivados do ácido diidrocinâmico, sendo que os derivados 01 a 05 já aparecem descritos em literatura para o gênero Hortia e o 06 parece ser inédito até o momento para a espécie H. oreadica. Também foi isolado em mistura o derivado do ácido diidrocinâmico 03 com a cumarina 07, já conhecida na literatura como 5-metoxiseselina. 3.2.1.1- Determinação estrutural da substância 01 A substância 01 foi isolada dos extratos hexânico e diclorometano do tronco de H. oreadica e do extrato diclorometano das folhas de H. brasiliana e sua estrutura foi determinada com base em espectros de RMN tais como de 1H, 13C, HMBC, HSQC; CG-EM e também por comparação com dados da literatura (CORRÊA, et al., 1975; VIEIRA, et al., 1980). O OH OCH3 OCH3 O 01 1 2 3 1' 2' 3' 4' 5' 6' 2'' 3'' 4'' Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 38 O espectro de RMN de 1H de 01 (FIGURA 3.2, pg 41 ) mostra dois sinais em δ 2,89 (2H, t) e δ 2,57 (2H, t) referentes aos hidrogênios metilênicos H-3 e H-2, respectivamente. Em δ 3,74 (3H, s) e 3,77 (3H, s) observam-se os sinais de duas metoxilas aromáticas e em δ 1,42 (6H, s) observa-se a presença do sinal referente as duas metilas características do anel cromeno. Em δ 6,49 (1H, d, J=9,9 Hz) e em δ 5,48 (1H, d, J=9,9 Hz) observam-se os sinais referentes aos hidrogênios do anel cromeno. Em δ 6,20 (1H, s) observa-se o sinal de um hidrogênio aromático. O espectro de RMN de 13C (FIGURA 3.3, pg 41) apresenta sinais de 16 carbonos para a molécula, cujos valores podem ser observados na TABELA 3.2 (pg 40). A presença de sinal em δ 178,7 indica a presença de uma carboxila na molécula. O experimento de HSQC (FIGURA 3.4, pg 42) mostra a correlação a J1 de H-2 em δ 2,57 com C-2 em δ 33,9 e de H-3 em δ 2,89 com C-3 em δ 18,8. As metilas do carbono C-2’’ mostram correlação com o sinal em δ 27,8 e as metoxilas em δ 3,74 e δ 3,77 mostram correlação a J1 com os carbonos em δ 62,4 e em δ 55,5, respectivamente. No experimento de HMBC (FIGURA 3.5, pg 42) as metilas em C-2’’ mostram correlação entre si (δ 27,8), com um sinal em δ 76,1 atribuído ao carbono carbinólico C-2’’ e com um sinal em δ 127,2, atribuído ao C-3’’. O hidrogênio H-2 (δ 2,57) mostra correlação com C-3 em δ 18,8, com a carboxila em δ 178,7 e com um sinal de um carbono quaternário em δ 113,7 que foi atribuído ao C-1’. O hidrogênio H-3 mostra correlação com C-2 em δ 33,9, com C-1’ em δ 113,7, com C-1 (δ 178,7) e com dois sinais de carbono quaternário referentes aos C-2’ (δ 155,1) e C-6’ (δ 158,8). Na estrutura 01 as metoxilas estão posicionadas nos carbonos C-6’ e C-2’, sendo o sinal de hidrogênio aromático em δ 6,20 atribuído ao H-5’. Pelo HSQC, ao C-5’ foi atribuído o sinal em δ 96,0. No experimento de HMBC, H-5’ (δ 6,20) mostra correlação com C-1’ (δ 113,7), com C-6’ ( δ 158,8), que suporta a metoxila em δ 3,77. O hidrogênio H-4’’ mostra correlação com C-2’’ (δ 76,1), com C-2’(δ 155,1) e com C-4’ (δ 153,2). O espectro de massas da substância 01 (FIGURA 3.6, pg 43) apresentou o pico do íon molecular em m/z 292, estando compatível com a Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 39 fórmula molecular C16H20O5. O esquema 3.1 (pg 43) mostra a proposta de fragmentação da substância 01. Assim, pode-se determinar que a estrutura 01 é um derivado do ácido diidrocinâmico com função ácido carboxílico, sendo o ácido 3-fenil-[2’,6’- dimetoxi-(3’,4’-O:5’’,6’’)-2’’,2’’-dimetilpirano]propiônico. Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 40 TABELA 3.2: Dados de RMN de 1H e 13C de 01 e comparação com a literatura SUBSTÂNCIA 01 (400/100 MHz, CDCl3) Braga, 2005 (400/100 MHz, CDCl3) H/C δ (ppm), J (Hz) δ (ppm) δ (ppm), J (Hz) δ (ppm) 1 - 178,7 - 178,7 2 2,57 (2H, t, J=7,6) 33,9 2,57 (2H, m) 33,9 3 2,89 (2H, t, J=7,6) 18,8 2,89 (2H, m) 18,8 1’ - 113,7 - 113,7 2’ - 155,1 - 155,1 3’ - 107,7 - 107,7 4’ - 153,2 - 153,2 5’ 6,20 (1H, s) 96,0 6,20 (1H, s) 96,0 6’ - 158,8 - 158,8 4’’ 6,49 (1H, d, J=10,0) 117,3 6,49 (1H, d, J=10,0) 117,3 3’’ 5,48 (1H, d, J=10,0) 127,2 5,48 (1H, d, J=10,0) 127,2 2’’ - 76,1 - 76,1 2’’-Me 1,42 (6H, s) 27,8 1,42 (6H, s) 27,8 2’-OMe 3,74 (3H, s) 62,4 3,74 (3H, s) 62,4 6’-OMe 3,77 (3H, s) 55,5 3,77 (3H, s) 55,5 Estudo Fitoquímico das Espécies de Hortia 41 FIGURA 3.2: Espectro de RMN de 1H de 01 (CDCl3, 400 MHz) FIGURA 3.